Hidrobiológicos e ictiofauna de las Centrales Hidroeléctricas, Jaguas, Calderas, San Carlos, 2022-2023.

Para el estudio de la ictiofauna, se estandarizó el esfuerzo de pesca por área de muestreo utilizando dos métodos: atarraya y pesca eléctrica. El muestreo con atarraya se realizó empleando un equipo de 3 m de diámetro, con malla de 1 cm y un peso de 5,9 kg, el cual se lanzó hasta un máximo de 15 veces durante 40 minutos, ajustando el esfuerzo según lo permitiera el tramo de muestreo. Adicionalmente, se utilizó un equipo de pesca eléctrica Samus, modelo 725, alimentado por una batería de 12 V y 7.5 amperios. Los muestreos se efectuaron desde las riberas hacia el centro del cauce, en áreas accesibles que sirven como refugio para los peces en ríos torrentosos. La pesca eléctrica se aplicó en el mismo tiempo y área, con el objetivo de muestrear la mayor diversidad de hábitats posible.

Los peces capturados se almacenaron en bolsas con agua del río, realizando recambios constantes para mantener su integridad. Posteriormente, fueron identificados en campo mediante el uso de claves taxonómicas.

Para el muestreo de fitoplancton, se utilizaron botellas Schindler, recolectando muestras a tres profundidades representativas dentro de la zona fótica en cada sitio de muestreo: la subsuperficie, el punto medio de la zona fótica, y el límite inferior de esta. Las muestras fueron integradas en un balde cubierto para evitar la exposición a la luz, posteriormente almacenadas en recipientes plásticos de 500 ml y fijadas con Lugol. Antes del conteo, cada muestra fue homogeneizada mediante agitación manual, y se extrajo una submuestra de 100 ml para sedimentación durante un mínimo de 24 horas.

El conteo de fitoplancton se realizó utilizando un microscopio invertido con una magnificación total de 400X. Se analizaron 30 campos de visión seleccionados de forma aleatoria, conforme a una tabla de números aleatorios previamente preparada. Los resultados fueron expresados en individuos/ml, siguiendo la metodología descrita por Lipps,et al.(2022). Al concluir el conteo, se llevó a cabo un análisis cualitativo en el que se revisó toda la cámara de sedimentación; los taxones que no fueron observados en el análisis cuantitativo recibieron un valor asignado de 1.

Para zooplancton se usó una botella Schindler de 5 L, integrando un volumen total de 15 L de muestras de tres profundidades de la zona fótica (subsuperficie, parte central y límite). Las muestras se concentraron mediante un tamiz de 25 µm y se almacenaron en tubos Falcon de 50 ml. Se añadió agua carbonatada inmediatamente después de verter las muestras, y aproximadamente media hora después se fijaron con solución Transeau.

Para determinar la densidad de las especies zooplanctónicas, se utilizó una cámara Sedgwick-Rafter y un microscopio óptico. Se agitaron las muestras y se analizaron tres submuestras de 2 ml cada una, contando todos los individuos observados. En casos de baja densidad (< 80 individuos en la primera alícuota), se contaron las muestras en su totalidad, permitiendo reposar para tomar las alícuotas necesarias del sedimento. El número de organismos encontrados y el volumen filtrado se emplearon para estimar la densidad de cada especie por litro.

El muestreo de perifiton se llevó a cabo en 10 sustratos sumergidos en el lecho de la corriente, distribuidos a lo largo de un trayecto de aproximadamente 150 m en cada estación. Se utilizó cepillos plásticos para remover el material adherido de los sustratos, aplicando cuadrantes de 10 cm² hasta obtener un raspado total de 100 cm² por estación. Las muestras recolectadas se fijaron en una solución de lugol al 10% y se mantuvieron en oscuridad hasta su análisis en el laboratorio.

Antes del conteo, cada muestra se homogeneizó mediante agitación manual y se extrajo una submuestra de 1.0 ml. Para asegurar comparaciones válidas, el volumen de cada muestra se ajustó a una cantidad uniforme. El conteo se realizó en una cámara de Kolwitz bajo un microscopio invertido a 400X, analizando 30 campos o más seleccionados al azar mediante una tabla de números aleatorios, hasta lograr un porcentaje de error menor al 15%. Los resultados se expresaron en individuos/cm². En casos de baja densidad, donde no se encontraban taxones, se recorrió la cámara y se asignó un valor de 1 a cada taxón encontrado.

Para macroinvertebrados se realizó un muestreo semicuantitativo utilizando una red triangular a lo largo de un trayecto de 100 m en cada estación. En el campo, se separaron algunos organismos, mientras que el resto del material se empacó en bolsas plásticas. Se añadió agua carbonatada (soda) inmediatamente después de verter la muestra en la bolsa, y aproximadamente media hora después se fijó con alcohol al 96% para la separación de macroinvertebrados en el laboratorio.

Después de separar los organismos del material recolectado en el campo, se almacenaron en frascos de PET cristal. Luego, las muestras fueron identificadas en un estereoscopio hasta el rango taxonómico más específico posible y se contó el número de organismos.